Het ontwikkelen van betrouwbare en gestandaardiseerde methoden voor het testen van de vatbaarheid van muggenzwermen voor insecticiden is cruciaal voor het begrijpen van de effectiviteit van nieuwe werkzame stoffen of formuleringen. Methoden voor het testen van de vatbaarheid van muggenzwermen voor contactinsecticiden of -producten (zoals die worden gepromoot in volksgezondheidsprogramma's) zijn goed ingeburgerd en gestandaardiseerd. Testmethoden voor vluchtige of aerosolinsecticiden die in huishoudelijke producten worden gebruikt, zijn echter moeilijk effectief te implementeren. Gebaseerd op de aanbevelingen van de Wereldgezondheidsorganisatie voor huishoudelijke insecticiden, hebben we een gestandaardiseerde en snelle methode ontwikkeld voor het testen van aerosolproducten met behulp van muggen in kooien en een effectieve desinfectiemethode uitgevoerd in een Peet-Grady-testkamer (PG-testkamer). We hebben de effectiviteit van deze nieuwe methode gevalideerd met behulp van populaties van insecticideresistente en -gevoelige Aedes- en Anopheles-muggen. Een nieuw kenmerk van deze methode is de toevoeging van een kamer die gericht is op de muggenkooien, waardoor een realtime kwantitatieve beoordeling van de sterfte van muggen na blootstelling aan insecticide mogelijk is. Door desinfectie met wattenstaafjes wordt resterend pyrethroid-houdend aerosololie effectief verwijderd van het oppervlak van de testkamer, met sterftecijfers van minder dan 2% voor vatbare muggen die direct op het kameroppervlak worden getest. Er werd geen ruimtelijke heterogeniteit in sterftecijfers of dodingspercentages waargenomen tussen de muggen in de kooien in de PG-kamer. Onze methode met dubbele kooien biedt een acht keer hogere doorvoer dan de methode met vrije vlucht, waardoor gelijktijdige testen van verschillende muggenstammen mogelijk zijn en effectief onderscheid kan worden gemaakt tussen vatbare en resistente muggenpopulaties die parallel worden getest.
Tot nu toe werden insecticiden in spuitbussen voornamelijk thuis gebruikt voor persoonlijke bescherming, met beperkt gebruik in volksgezondheidsprogramma's. Recente studies hebben echter aangetoond dat insecticiden in huishoudens veelvuldig worden gebruikt in gebieden waar door vectoren overgedragen ziekten voorkomen. Of de motivatie nu muggenwerend is of ziektepreventie, er is een dringende behoefte aan gestandaardiseerde en gebruiksvriendelijke methoden om endemische muggenpopulaties te screenen op gevoeligheid voor insecticiden in huishoudens. Dit is cruciaal voor het voorspellen van de effectiviteit van insecticiden tegen lokale vectoren en voor het begrijpen van de manier waarop het gebruik van insecticiden in huishoudens de evolutionaire selectie voor insecticideresistentie beïnvloedt.
Aanvullende methode 1 biedt gedetailleerde stapsgewijze instructies voor het uitvoeren van ons testprogramma voor insecticiden in aerosolvorm.
Hoewel de WHO-richtlijnen het gebruik van automatische vernevelaars aanbevelen, geven ze geen specifieke technische specificaties. Het gebruik van automatische vernevelaars is cruciaal, omdat handmatige verneveling in een propyleenglycolkamer niet alleen arbeidsintensief is, maar ook kan leiden tot ruimtelijke inconsistenties en variaties in de vernevelingsduur.
De reactiekamer moet na elke test worden gesteriliseerd, maar de interne reinigingsmethode die in de WHO-richtlijn wordt aanbevolen, omvat het gebruik van water uit een slang. In onze dagelijkse praktijk is deze methode de meest arbeidsintensieve stap bij het bedienen van bioanalytische apparatuur. Daarom hebben we een sterilisatieprocedure met behulp van wattenstaafjes ontwikkeld en getest.
De verwijderbare onderdelen van de ventilator worden behandeld zoals hierboven beschreven, en de bladen en het frame van de ventilator worden gereinigd met een spons gedrenkt in een 5% oplossing van Decon 90.
Op basis van de relatie tussen spuitduur en productafgiftesnelheid heeft onze aerosoldispenser ook een goede nauwkeurigheid aangetoond bij het regelen van de aerosoldosering, in ieder geval binnen het geteste bereik van 1 tot 4 keer. Zoals weergegeven in figuur 3b, is deze eigenschap bijzonder belangrijk voor het karakteriseren van de dosis-responsrelatie van nieuwe aerosolformuleringen of het bepalen van de identificatiedosis voor het detecteren van insecticideresistentie.
We tonen aan dat ons herziene protocol voor de evaluatie van insecticiden in spuitbussen voor huishoudelijk gebruik, waarbij gebruik wordt gemaakt van desinfectie met wattenstaafjes, dubbele kooien, op afstand bediende sproeiers en biometrische registratie met actiecamera's, een effectiever en haalbaarder alternatief is voor de huidige methoden.WHOaanbevelingen. De desinfectiemethode met wattenstaafjes, die slechts 20 minuten duurt, bespaart aanzienlijk tijd in vergelijking met het bestaande protocol (dat doorgaans een uur per testkamer vereist). Het verkort ook de tijd die operators besteden aan het aantrekken van volledige persoonlijke beschermingsmiddelen (bijv. ademhalingshelmen en antistatische werkkleding). Bovendien genereert deze methode minder verontreinigde vloeistof en kleding die behandeld moet worden dan een volledige reiniging van de testkamer, waardoor de kans op besmetting van de ruimte waarin de testkamer zich bevindt, wordt geminimaliseerd. De desinfectiemethode met wattenstaafjes is ook geschikt voor de desinfectie van semi-permanente testruimtes dieminimaalMeubelplaatsing in diverse kamerindelingen.
Een belangrijk punt dat in dit onderzoek en andere studies aan bod komt, is de standaardisatie van de blootstellingsdoses van insecticiden die in het milieu worden toegepast, volgens verschillende testprotocollen. Zoals weergegeven in figuur 2b, varieerde het spuitvolume, ondanks een vaste spuitduur, tussen de verschillende typen spuitbussen. Dit weerspiegelt mogelijk verschillen in productieprocessen (bijv. interne druk, drijfgasgebruik, spuitmondstructuur, enz.). Bovendien beperkt het huidige gebrek aan commercieel verkrijgbare apparaten voor sproeien op afstand met de vereiste flexibiliteit in spuitduur het gebruik ervan bij het beoordelen van de dosis-responsrelatie voor muggenbestrijding. Handmatig sproeien via testluiken of toegangsluiken (indien beschikbaar) kan leiden tot variaties in de blootstellingsdoses. Onze resultaten benadrukken dan ook de noodzaak en het belang van het verminderen van deze bronnen van variatie. Voor resistente Aedes aegypti-populaties observeerden we een correlatie tussen de aerosoldosis en de uiteindelijke bepaling van vatbaarheid of resistentie (figuur 3b). Idealiter zouden aerosoldoses gestandaardiseerd moeten worden in grammen vernevelde stof in plaats van in de duur van de verneveling, om vergelijkingen tussen verschillende studies te vergemakkelijken.
RCAD biedt een alternatieve aanpak voor toekomstig onderzoek die de impact van procesvariaties minimaliseert. Hoewel we hebben vastgesteld dat standaardisatie van aerosolsprays niet haalbaar is, hebben we aangetoond dat de massa aerosol die door verschillende spuitbussen wordt afgegeven, reproduceerbaar kan worden geschat door de spuitlengte te kalibreren (figuren 2b, 3a). Een dergelijke standaardisatie van de aerosolconcentratie in elke testkamer is cruciaal voor het verbeteren van de reproduceerbaarheid van de resultaten.
Op basis van onze ervaring en die van andere onderzoeksgroepen, vormen de aanbevelingen in de huidige richtlijn met betrekking tot het gebruik van aerosoldetectiemethoden voor het testen van vrijvliegende muggen aanzienlijke logistieke uitdagingen voor laboratorium- en semi-veldstudies. Zo hebben detectiemethoden voor vrijvliegende muggen een zeer lage doorvoer (inclusief de arbeidsintensieve hervangst van overlevende vrijvliegende muggen) en kampen ze met een aantal technische beperkingen, zoals de moeilijkheid om de dodingspercentages in realtime te bepalen.
Hoewel ons gevalideerde experiment met dubbele kooien het probleem van stroombeperkingen aanpakt en een haalbare methode is om de gevoeligheid van muggen voor aerosol-insecticiden te screenen, moet worden opgemerkt dat de sterftecijfers van muggen op de Kaaimaneilanden significant lager waren in het kooiexperiment dan in het experiment met vrije vlucht (Fig. 5c, Tabel 1). Dit verschil kan een gevolg zijn van een lagere insecticidedosis in de kooi, omdat er minder aerosoldruppels door het gaas heen dringen en de kooi binnenkomen. Toekomstige studies zouden gebruik kunnen maken van gaas met grotere mazen en kooiontwerpen met een hogere luchtstroom van de ventilator (bijvoorbeeld cilindrische ontwerpen) om de resultaten die met de verschillende experimentele methoden zijn verkregen verder te valideren.
Geplaatst op: 2 februari 2026